SARM1熒光檢測試劑盒（水解酶活性）：高通量SARM1 NADase活性篩選試劑盒

在神經退行性疾病研究中，SARM1（含無菌α和TIR基序的蛋白1）正成為一個備受關注的藥物靶點。作為Toll/白細胞介素受體-1（TIR）家族的成員，SARM1具有ADP-核糖環化酶和NAD?糖水解酶活性，能夠將NAD?切割為ADPR（ADP-核糖）、cADPR和煙酰胺。該蛋白高表達于神經元中，當受到損傷或代謝應激時，SARM1激活導致軸突內NAD?耗竭，進而觸發病理性軸突丟失——這一過程被稱為Wallerian變性。近年研究發現，人類SARM1基因的功能獲得性突變與肌萎縮側索硬化癥（ALS）相關，而敲除或抑制SARM1活性則能在腦損傷或藥物誘導的神經損傷模型中保護軸突。因此，開發高效、可靠的SARM1活性檢測方法，對于篩選潛在抑制劑及機制研究至關重要。

由艾美捷代理的BPS Bioscience推出的SARM1 Fluorogenic Assay Kit (Hydrolase Activity)（貨號：78217），正是為滿足上述需求而設計的一整套熒光法檢測試劑盒。以下從核心原理、試劑盒組分、適用場景及操作要點等方面進行詳細介紹。

圖1：測定原理。

SARM1的水解酶活性是通過監測Etheno-NAD水解形成Etheno-ADPR+煙酰胺的過程來測量的。由于內部猝滅作用，Etheno-NAD本身不具有熒光性。當SARM1對其進行水解時，會釋放出煙酰胺，從而使熒光信號增強，且熒光信號的增強與酶活性直接成正比。

一、檢測原理與核心優勢

本試劑盒采用熒光底物N?-乙烯-NAD?（e-NAD），該底物為天然NAD?的類似物。在重組人源SARM1酶（氨基酸28-724）的催化下，e-NAD被水解生成乙烯-ADP-核糖和煙酰胺。與天然反應產物不同，乙烯-ADP-核糖在特定波長激發下會發出強烈熒光（激發/發射波長約為300/410 nm）。通過實時監測熒光強度的增加速率，即可直接反映SARM1的水解酶活性。

相較于傳統的HPLC或比色法，熒光法具有以下顯著優勢：

實時動態監測：無需終止反應，可連續讀取動力學曲線。

靈敏度高：檢測下限可達亞微摩爾級別。

操作簡便：均相“混合-讀取”模式，無需分離步驟。

高通量兼容：支持96孔和384孔板，適用于自動化篩選。

二、試劑盒組分與存儲穩定性

該試劑盒提供兩種規格（96次反應或384次反應），每個試劑盒包含以下核心組分：

重組人SARM1酶（28-724氨基酸，活性蛋白）

熒光底物e-NAD

SARM1檢測緩沖液

陽性對照抑制劑DSRM-3716：用于驗證實驗體系及計算抑制率

所有組分在收貨后按指示條件存儲（通常為-80°C），自收貨之日起6個月內保持最佳性能。用戶需注意避免反復凍融，建議首次解凍后分裝保存。

三、適用應用場景

本試劑盒主要面向兩大應用方向：

1. 小分子抑制劑的篩選與IC50測定

在藥物發現流程中，研究者可通過本試劑盒對化合物庫進行初篩，快速識別具有SARM1抑制活性的先導化合物。試劑盒提供的DSRM-3716可作為陽性對照，便于計算待測化合物的相對抑制率。典型的384孔板篩選方案可在30分鐘內完成酶反應與讀數。

2. 酶動力學研究

通過改變底物濃度或酶濃度，可測定SARM1的動力學參數，如K?、V???及k_cat。這對于理解突變體（如ALS相關突變）的催化特性或比較不同抑制劑的作用模式（競爭性、非競爭性等）具有重要意義。

四、實驗流程簡要說明

1. 試劑準備：將SARM1酶、e-NAD底物及緩沖液置于冰上解凍，平衡至室溫。

2. 反應體系構建（以96孔板為例）：每孔加入適量SARM1酶（通常為0.5–2 μg）與檢測緩沖液，加入待測化合物或DMSO對照，預孵育5–10分鐘。

3. 啟動反應：加入e-NAD底物至終濃度（例如100 μM），立即置于熒光酶標儀中讀數。

4. 數據采集：在激發300 nm/發射410 nm處，每1–2分鐘讀取一次，連續監測30–60分鐘。反應速率（RFU/min）與酶活性成正比。

5. 數據分析：將抑制劑組的初始速率與對照組比較，計算抑制率及IC??。

五、注意事項與配套建議

物種特異性：該試劑盒基于人源SARM1（hSARM1）設計，若研究小鼠或大鼠SARM1，需驗證交叉反應性。

底物穩定性：e-NAD對光敏感，建議避光操作。

陽性對照：首次使用強烈建議運行DSRM-3716的劑量-響應曲線，以確認試劑盒及儀器狀態。

輔助材料：用戶需自行準備黑色/不透明底部的96或384孔板、多通道移液器及具備動力學讀數功能的熒光酶標儀。

六、文獻參考

Marques M., et al., 2019 Oncogene 38 (12): 2177-2191.

James D. I., et al., 2016 ACS Chem Biol 11 (11): 3179-3190.

Drown B. S., et al., 2018 Cell Chem Bio 25 (12): 1562-1570.